ОПРЕДЕЛЕНИЕ ЭКСПРЕССИИ ГЕНОВ NKX2-2, STEAP1 И CCND1 ДЛЯ ОЦЕНКИ ПОРАЖЕНИЯ КОСТНОГО МОЗГА У ПАЦИЕНТОВ С ОПУХОЛЯМИ СЕМЕЙСТВА САРКОМЫ ЮИНГА

Исследована возможность применения определения экспрессии NKX2-2, STEAP1 и CCND1 методом полимеразной цепной реакции в режиме реального времени для оценки поражения костного мозга (КМ) у пациентов с опухолями семейства саркомы Юинга (сЮ). Экспрессия генов проанализирована в 59 образцах КМ от 6 больных СЮ/ примитивной нейроэктодермальной опухолью с перестройками гена EWS, 20 образцах КМ от 5 пациентов без перестроек EWS, 8 образцах КМ от 8 пациентов без злокачественных опухолей (контрольная группа), клеточной линии SK-N-MC и 9 образцах аутологичных периферических стволовых клеток пациентов. Образцы КМ расценивались как позитивные в случае выявления экспрессии химерных генов EWS-FLI1, EWS-ERG методом гнездной ПЦР или обнаружения опухолевых клеток в цитологических препаратах. При поведении исследования установлено, что экспрессия гена NKX2-2 не определяется в КМ пациентов без злокачественных опухолей, присутствует в 16 из 17 позитивных образцов КМ и отсутствует в 39 из 42 негативных образцов. Экспрессия анализируемых маркеров за исключением STEAP1 оставалась стабильной во время лечения. Проведенный анализ характеристических кривых (ROC-анализ) позволил установить пороговые уровни экспрессии каждого маркера, на основании которых были рассчитаны диагностические характеристики. NKX2-2 имеет высокие показатели прогностической ценности позитивного и негативного результатов (0,889 и 0,976 соответственно) для выявления поражения КМ у пациентов с опухолями семейства СЮ как на момент диагностики, так и в ходе терапии. Диагностическая эффективность маркера составила 0,949. использование STEAP1 и CCND1 имеет меньшую диагностическую ценность.

опухоли семейства саркомы Юинга, костный мозг, ПЦР в режиме реального времени

1. Иванова Н.М. Саркома Юинга. В кн.: «Клинические лекции по детской онкологии». Под ред. Л.А. Дурнова. М., «Медицинское информационное агентство». 2004, с. 251-270.

2. Peter M., Magdelenat H., Michon J. et al. Sensitive detection of occult Ewing’s cells by the reverse-transcriptase polymerase chain reaction. Br. J. Cancer. 1995, No. 72, p. 96-100.

3. Zoubek A., Ladenstein R., Windhager R. et al. Predictive potential of testing for bone marrow involvement in Ewing tumor patients by RT-PCR: A preliminary evaluation. Int. J. Cancer. 1998, No. 79, p. 56-60.

4. Cheung I., Feng Y., Danis K. et al. Novel Markers of Subclinical Disease for Ewing Family Tumors from Gene Expression Profiling. Clin. Cancer Res. 2007, No. 13 (23), p. 6978-6983.

5. Cheung I.Y., Cheung N.K.V. Quantification of marrow disease in neuroblastoma by real-time reverse transcription-PCR. Clin. Cancer Res. 2001, No. 7, p. 1698-1705.

6. Aurias A., Rimbaut A., Buffe D. et al. Chromosomal translocation in Ewing’s sarcoma. N. Engl. J. Med. 1983, No. 309, p. 496-497.

7. Turc-Carel C., Philip I., Berger M.P. et al. Chromosomal translocations in Ewing’s sarcoma. N. Engl. J. Med. 1983, No. 309, p. 497-498.

8. Sorensen P.H., Lessnick S.L., Lopez-Terrada D. et al. A second Ewing’s sarcoma translocation, t(21;22), fuses the EWS gene to another ETS-family transcription factor, ERG. Nat. Genet. 1994, No. 6, p. 146-151.

9. Jeon I.S., Davis J.N., Braun B.S. et al. A variant Ewing’s sarcoma translocation (7;22) fuses the EWS gene to the ETS gene ETV1. Oncogene. 1995, No. 10, p. 1229-1234.

10. Kaneko Y., Yoshida K., Handa M. et al. Fusion of an ETS-family gene, E1AF, to EWS by t(17;22)(q12;q12) chromosome translocation in an undifferentiated sarcoma of infancy. Genes Chromosom Cancer. 1996, No. 15, p. 115-121.

11. Schleiermacher G., Peter M., Oberlin O. et al. Increased Risk of Systemic Relapses Associated With Bone Marrow Micrometastasis and Circulating Tumor Cells in Localized Ewing Tumor. J. Clin. Oncol. 2003, No. 21, p. 85-91.

12. Muller H., Lukas, J., Schneider, A. et al. Cyclin D1 expression is regulated by the retinoblastoma protein. Proc. Nat. Acad. Sci. 1994, No. 91, p. 2945-2949.

13. Toyoda M., Shirato H., Nakajima K. et al. Jumonji down-regulates cardiac cell proliferation by repressing cyclin D1 expression. Dev. Cell. 2003, No. 5, p. 85-97.

14. Brisken C., Ayyannan A., Nguyen C. et al. IGF-2 is a mediator of prolactin-induced morphogenesis in the breast. Dev. Cell. 2002, No. 3, p. 877-887.

15. Fu M., Wang C., Li Z. et al. Cyclin D1: normal and abnormal functions. Endocrinology. 2004, No. 145, p. 5439-5447.

16. Ding Y.Q., Marklund U., Yuan W et al. Lmx1b is essential for the development of serotonergic neurons. Nature Neurosci. 2003, No. 6, p. 933-938.

17. Sussel L., Kalamaras J., Hartigan-O’Connor D.J. et al. Mice lacking the homeodomain transcription factor Nkx2.2 have diabetes due to arrested differentiation of pancreatic beta cells. Development. 1998, No. 125, p. 2213-2221.

18. Hubert R.S., Vivanco I., Chen, E. et al. STEAP: a prostate-specific cell-surface antigen highly expressed in human prostate tumors. Proc. Nat. Acad. Sci. 1999, No. 96, p. 14523-14528.

19. Мисюрин А.В., Аксенова Е.В., Крутов А.А. и соавт. Молекулярная диагностика хронического миелолейкоза. Гематология и трансфузиология. 2007, № 2, c. 35-40.

20. Zweig M.H., Campbell G. Receiver-operating characteristic (ROC) plots: a fundamental evaluation tool in clinical medicine. Clin. Chem. 1993, No. 31, p. 561-577.

21. Obuchowski N.A. ROC analysis. Am. J. Roentgenol. 2005, No. 184, p. 364-372.

22. DeLong E.R., DeLong D.M., Clarke-Pearson D.L. Comparing the areas under two or more correlated receiver operating characteristic curves: a nonparametric approach. Biometrics. 1988, v. 44, p. 837-845.

23. Weinstein S., Obuchowski N.A., Lieber M.L. Clinical evaluation of diagnostic tests. Am. J. Roentgenol. 2005, No. 184, p. 14-19.

24. Jarvik J.G. The research framework. Am. J. Roentgenol. 2001, v. 176, p. 873-877.

25. Kojima T, Asami S., Chin M. et al. Detection of Chimeric Genes in Ewing’s Sarcoma and Its Clinical Applications. Biol. Pharm. Bull. 2002, No. 25 (8), p. 991-994.